О влиянии обработок 17α-метилтестостероном на характеристики крови, структуру внутренних органов и реверсию пола радужной форели

Цель: оценка влияния обработок 17α-метилтестостероном на рост, морфологические и биохимические показатели крови, состояние внутренних органов и реверсию пола у молоди радужной форели.

Методы: эксперименты выполнены на личинках и молоди форели, получавших 17α-метилтестостерон с кормом в течение 3, 4 и 8 недель после перехода на экзогенное питание. О влиянии препарата судили по гематологическим и биохимическим показателям крови, а также гистологической картине внутренних органов.

Новизна: проведена комплексная оценка последствий гормональной реверсии пола у радужной форели через 15 месяцев после применения 17α-метилтестостерона. Показано влияние продолжительности гормональных обработок на гематологические и биохимические параметры крови, а также отсутствие воздействия препарата на состояние внутренних органов, за исключением воспроизводительной системы.

Результат: установлено, что введение препарата в корм форели в течение 4 недель позволяет получить до 90 % самцов. Увеличение срока обработки до 8 недель приводит к формированию до 90 % стерильных особей. Последействие применения препарата выражалось в нелинейном незначительном снижении уровня гемоглобина, гематокрита и количества эритроцитов, повышении относительного содержания лейкоцитов и тромбоцитов. Отмечено достоверное снижение содержание альбумина, общего белка и креатинина, незначительное снижение АСТ, уровня азота мочевины и триглицеридов. Однако все изменения находились в диапазоне референсных значений. Гистологическое исследование внутренних органов молоди форели в возрасте 5 и 15 месяцев показало нормальные возрастные изменения без выраженного влияния препарата на структуру печени, кишечника, сердца и селезёнки.

Практическая значимость: показано отсутствие негативного воздействия 17α-метилтестостерона, применяемого на ранних стадиях развития радужной форели, на функциональное состояние органов молоди, а также эффективность использования препарата в течение 4 недель, обеспечивающего получение до 90 % самцов.

1. Барулин Н. В., Лиман М. С., Новикова Е. Г., Шумский К. Л., Атрощенко Л. О. 2016. Рекомендации по выращиванию рыбопосадочного материала радужной форели в рыбоводных индустриальных комплексах (с временными нормативами). Горки: БГСХА. 180 с.

2. Гентен Ф., Тервинге Э., Данги А. 2016. Атлас гистологии рыб. СПб.: Проспект Науки. 216 с. (Genten F., Terwinghe E., Danguy A. 2009. Atlas of Fish Histology. Enfield: Science Publishers).

3. Голубев Д. С., Дубицкая А. В. 2021. Особенности морфологического строения слизистой оболочки кишечника у среднего и крупного товарного карпа гибридной породы // Ресурсы дичи и рыбы: использование и воспроизводство. Мат. II Всеросс. науч.-практ. конф. Красноярск, 26 ноября 2021 г. С. 72-76.

4. Иванова Н. Т. 1983. Атлас клеток крови рыб. М.: Лёгкая и пищевая промышленность. 184 с.

5. Кухарева Т. А. 2019. Клеточный состав крови и гемопоэтических органов у некоторых видов донных рыб (Севастопольская бухта, Чёрное море). Автореф. дисс. … канд. биол. наук. Севастополь: ИнБЮМ. 21 с.

6. Метальникова К. В. 2015. Сохранение разнообразия редких видов рыб при использовании аналогов. Саарбрюккен: Изд-во LAP LAMBERT Academic Publishing является торговой маркой Omni Scriptum GmbH&Co/KG. 121 с.

7. Методические указания по проведению гематологического обследования рыб. 1999. Сборник инструкций по борьбе с болезнями рыб. Ч. 2. М.: Отдел маркетинга АМБ-агро. 97 с.

8. Микодина Е. В., Седова М. А., Чмилевский Д. А. Микулин, А.Е., Пьянова, С.В., Полуэктова, О.Г. 2009. Гистология для ихтиологов: опыт и советы. М.: Изд-во ВНИРО. 112 с.

9. Серпунин Г. Г. 2010. Гематологические показатели адаптаций рыб. Калининград: Изд-во КГТУ. 460 с.

10. Ahmed I., Reshi Q. M., Fazio F. 2020. The influence of the endogenous and exogenous factors on hematological parameters in different fish species: A review // Aquaculture International. V. 28. P. 869-899. DOI: 10.1007/s10499-019-00501-3.

11. Devlin R. H., Nagahama Y. 2002. Sex determination and sex differentiation in fish: an overview of genetic, physiological, and environmental influences // Aquaculture. V. 208. P. 191-364. DOI: 10.1016/S0044-8486(02)00057-1.

12. Fazio F., Saoca C., Casella S., Fortino G., Piccione G. 2015. Relationship between blood parameters and biometric indices of Sparus aurata and Dicentrarcus labrax cultured in onshore tanks // Mar. Freshw. Behav. Phy. V. 48. P. 289296. DOI: 10.1080/10236244.2015.1041239.

13. Geffen A. J., Evans J. P. 2000. Sperm traits and fertilization success of male and sex-reversed female rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) // Aquaculture. V. 182. P. 61-72. DOI: 10.1016/S0044-8486(99)00248-3.

14. Hoga C. A., Almeida F. L., Reyes F. G.R. 2018. A review on the use of hormones in fish farming: Analytical methods to determine their residues // CyTA – Journal of Food. V. 16. No. 1. P. 679-691. DOI: 10.1080/19476337.2018.1475423.

15. İnanan B. E., Acar Ü. 2020. Comparison of milt and blood parameters including testosterone and gonadotropins levels of sex-reversed female rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) by different steroid hormones // Aquaculture Research. V. 51. No. 12. P. 4879-4887. DOI: 10.1111/are.15036.

16. Katongo C. 2013. Effect of 17а-Methyl Testosterone on Haematology and Histology of Liver and Heart of Oreochromis andersonii (Castelnau, 1861) // Journal of Marine Science Research & Development. V. 3(3). P. 123130. DOI: 10.4172/2155-9910.1000130.

17. Keen J. E., Steele A. M.C., Houston A. H. 1989. The circulating erythrocytes of rainbow trout (Salmo gairdneri) // Comparative Biochemistry and Physiology. Pt A: Physiology. V. 94. No. 4. P. 699-711. DOI: 10.1016/0300-9629(89)90620-8.

18. Kuzminski H., Dobosz S. 2010. Effect of sex reversal in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss Walbaum) using 17α-methyltestosterone and 11β-hydroxyandrostenedione // Archives of Polish Fisheries. V. 18. No. 1. P. 45-49. DOI: 10.2478/v10086-010-0005-0.

19. Nabi N., Ahmad I., Wani G. B., Ahmad S. M., Shafi K. M. et al. 2022. Hematological and serum biochemical reference intervals of rainbow trout, Oncorhynchus mykiss cultured in Himalayan aquaculture: Morphology, morphometrics and quantification of peripheral blood cells // Saudi Journal of Biological Sciences. V. 29. No. 4. P. 29422957. DOI: 10.1016/j.sjbs.2022.01.020. DOI: 10.1016/j.sjbs.2022.01.019

20. Pandian T. J., Sheela S. G. 1995. Hormonal induction of sex reversal in fish // Aquaculture. V. 138. No. 1-4. P. 1-22. DOI : 10.1016/0044-8486(95)01075-0.

21. Razmi K., Naji T., Alizadeh M., Hoseinzadeh Sahafi H. 2011. Hormonal sex reversal of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) by ethynylestradiol-17α (EE2) // Iranian Journal of Fisheries Sciences. V. 10. No. 2. P. 304-315.

22. Řehulka J., Adamec V. 2004. Red Blood Cell Indices for Rainbow Trout (Oncorhynchus mykiss) Reared in Cage and Raceway Culture // Acta Veterinaria Brno. V. 73. No. 1. P. 105-114. DOI: 10.2754/avb200473010105.

23. Rozas-Serri M., Correa R., Walker-Vergara R., Coñuecar D., Barrientos S., Leiva C. et al. 2022. Reference Intervals for Blood Biomarkers in Farmed Atlantic Salmon, Coho Salmon and Rainbow Trout in Chile: Promoting a Preventive Approach in Aquamedicine // Biology. V. 11. No. 7. P. 1065. DOI: 10.3390/biology11071065.

24. Solar I. I., Donaldson E. M., Hunter G. A. 1984. Optimization of treatment regimes for controlled sex differentiation and sterilization in rainbow trout by oral administration of 17α-methyltestosterone // Aquaculture. V. 42. P. 129-139. DOI: 10.1016/0044-8486(84)90360-0.

25. Yamamoto T. 1953. Artificially induced sex reversal in genotypic males of the medaka (Oryzias latipes) // J. Exp. Zool. V. 123. P. 571-594. DOI: 10.1002/jez.1401230309.

26. Yamazaki F. 1983. Sex control and manipulation in fish // Aquaculture. V. 33. P. 329-354. DOI: 10.1016/0044-8486( 83)90413-1.