Особенности липидного обмена радужной форели при выращивании на комбикормах с различным соотношением полиненасыщенных жирных кислот.

Цель работы: изучение способности лососевых рыб синтезировать длинноцепочечные полиненасыщенные жирные кислоты из их предшественников при замене рыбьего жира растительными маслами в комбикормах для радужной форели при условии сохранения высокого темпа роста и выживаемости рыб.
Материалы и методы: эксперимент проводили в течение 150 суток на молоди радужной форели (средняя начальная масса 91 г), выращиваемой в условиях системы замкнутого водоснабжения. Разработаны и испытаны комбикорма с соотношением линолевой и альфа-­ линоленовой кислот от 1:1 до 1:3 и суммарном содержании эйкозапентаеновой и докозагексаеновой жирных кислот от 0,3 до 1,2 г/100 г корма. Состав жирных кислот общих липидов кормов и мышечной ткани форели анализировали на хроматографе «Кристалл 5000.2». Статистическую обработку данных осуществляли с помощью однофакторного дисперсионного анализа методом ANOVA.
Результаты: показано, что замена в кормах рыбьего жира на рапсовое и льняное масла позволяет сохранить высокие рыбоводно-­биологические показатели и обеспечивает биосинтез эйкозапентаеновой и докозагексаеновой жирных кислот из их предшественников растительного происхождения. Дефицит длинноцепочечных полиненасыщенных жирных кислот в корме (суммарное содержание не более 0,3 г на 100 г), может быть компенсирован за счёт их синтеза организмом форели при достаточном (более 5 г/100 г корма) уровне альфалиноленовой кислоты. Увеличение содержания в корме длинноцепочечных полиненасыщенных жирных кислот до 1,2 г/100 г при применении свыше 120 суток стимулирует усиление темпа роста форели на 17% по сравнению с кормом, включающим только рыбий жир.
Новизна и практическая значимость: полученные результаты свидетельствуют о возможности замены в комбикормах для форели рыбьего жира на рапсовое и льняное масло без ущерба для продуктивности и качества продукции, включая повышенное содержание полиненасыщенных жирных кислот.

1. Александрова М. А. 2021. Перспективы товарного выращивания лососевых на Европейском Севере России // Труды ВНИРО. Т. 185. С. 120-133. DOI: 10.36038/2307‑3497‑2021‑185‑120‑133.

2. Барулин Н. В., Лиман М. С., Новикова Е. Г., Шумский К. Л., Атрощенко Л. О., Роговцов С. В., Плавский В. Ю. 2016. Рекомендации по выращиванию рыбопосадочного материала радужной форели в рыбоводных индустриальных комплексах (с временными нормативами). Горки: БГСХА. 180 с.

3. Биндюков С. В., Баскакова Ю. А., Гершунская В. В. 2025. Биосинтез жирных кислот в тканях радужной форели Oncorchynchus mykiss при выращивании на комбикормах с растительными маслами // Тез. докл. Всерос. научн. конф. с межд. участием и школа для молодых учёных, 8-12 сентября 2025 года «Липиды 2025». Петрозаводск: КарНЦ РАН. С. 34-35.

4. Биндюков С. В., Бурлаченко И. В., Баскакова Ю. А., Артемов Р. В., Арнаутов М. В., Новоселова Ю. А., Гершунская В. В. 2022. Опыт замены рыбьего жира растительными маслами в комбикормах для радужной форели // Труды ВНИРО. Т. 187. С. 138-148. DOI: 10.36038/2307‑3497‑2022‑187‑138‑148.

5. Бурлаченко И. В., Яхонтова И. В., Баринова В. В. 2024. О применении принципов наилучших практик в российской аквакультуре // Труды ВНИРО. Т. 198. С. 64-74. DOI 10.36038/2307-3497-2024-198-64-74

6. Васильева О. Б., Назарова М. А., Немова Н. Н. 2023. Ассимиляция экзогенных жирных кислот в тканях радужной форели Parasalmo mykiss (Walbaum, 1792) в аквакультуре // Вестник Астраханского ГТУ. Сер.: Рыбное хозяйство. № 1. С. 98-104. DOI: 10.24143/2073‑5529‑2023‑1‑98‑104

7. Гладышев М. И. 2021. Наземные источники полиненасыщенных жирных кислот для аквакультуры // Вопросы ихтиологии. Т. 61. № 4. С. 471-485. DOI: 10.31857/S0042875221030048

8. Гладышев М. И. 2012. Незаменимые полиненасыщенные жирные кислоты и их пищевые источники для человека // Журнал СФУ. Сер.: Биология. Т. 5. № 4. С. 352-386.

9. Правдин И. Ф. 1966. Руководство по изучению рыб (преимущественно пресноводных). М.: Пищевая промышленность. 374 с.

10. ФАО. 2024. Состояние мирового рыболовства и аквакультуры 2024. «Голубая трансформация» в действии. Рим: ФАО. 232 с. DOI: 10.4060/cd0683ru

11. Фокина Н. Н., Лысенко Л. А., Руоколайнен Т. Р., Суховская И. В., Канцерова Н. П., Немова Н. Н. 2020. Зависимость содержания липидов и ненасыщенных жирных кислот в скелетных мышцах радужной форели от условий выращивания и физиологического состояния рыб // Прикладная биохимия и микробиология. Т. 56, № 3. С. 305-312. DOI 10.31857/S0555109920030034

12. Хуртина С. Н., Мурзина С. А., Кузнецова М. В., Немова Н. Н. 2024. Влияние разных режимов освещения и кормления на экспрессию генов fadsd5, fadsd6, elovl2, elovl5a десатураз и элонгаз в печени молоди атлантического лосося Salmo salar L. в условиях аквакультуры // Известия РАН. Сер. биологическая. № 6. С. 695-704. DOI: 10.31857/S1026347024060024.

13. Щербина М. А., Гамыгин Е. А. 2006. Кормление рыб в пресноводной аквакультуре. М.: Изд-во ВНИРО. 360 с.

14. Glencross B. D., Bachis E., Betancor M. B., Calder P., Liland N., Newton R., Ruyter B. 2024. Omega‑3 Futures in Aquaculture: Exploring the Supply and Demands for Long-­ Chain Omega‑3 Essential Fatty Acids by Aquaculture Species // Reviews in Fisheries Science & Aquaculture. 1-50. DOI: 10.1080/23308249.2024.2388563

15. Gregory M. K., Collins R. O., Tocher D. R., James M. J., Turchini G. M. 2016. Nutritional regulation of long-chain PUFA biosynthetic genes in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) // British Journal of Nutrition. V. 115(10):1721-1729. DOI:10.1017/S0007114516000830

16. Kajbaf K., Overturf K., Cleveland B., Kumar V. 2025. Regulation of the ω‑3 fatty acid biosynthetic pathway and fatty acids bioconversion capacity in selected rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) using alternative dietary oils // Animal Feed Science and Technology. V. 320: 116219. DOI: 10.1016/j.anifeedsci.2025.116219

17. Katan T., Xue X., Caballero-­ Solares A., Taylor R. G., Rise M. L., Parrish C. C. 2020. Influence of Dietary Long-­ Chain Polyunsaturated Fatty Acids and ω6 to ω3 Ratios on Head Kidney Lipid Composition and Expression of Fatty Acid and Eicosanoid Metabolism Genes in Atlantic Salmon (Salmo salar) // Frontiers in Molecular Biosciences. V. 7. P. 602587. DOI: 10.3389/fmolb.2020.602587

18. Lutfi E., Berge G. M., Bæverfjord G., Sigholt T., Bou M., Larsson T. et al. 2023. Increasing dietary levels of the n‑3 longchain PUFA, EPA and DHA, improves the growth, welfare, robustness and fillet quality of Atlantic salmon in sea cages // British Journal of Nutrition. V. 129. P. 10-28. DOI: 10.1017/S0007114522000642

19. Monroig O., Shu-­ Chien A.C., Kabeya N., Tocher D. R., Castro L. F.C. 2022. Desaturases and elongases involved in long-chain polyunsaturated fatty acid biosynthesis in aquatic animals: From genes to functions // Progress in lipid research. V. 86. 101157. DOI: 10.1016/j.plipres.2022.101157

20. Rasmussen R. S. 2001. Quality of farmed salmonids with emphasis on proximate composition, yield and sensory characteristics // Aquaculture Research. V. 32. 767-786. DOI: 10.1046/j.1365‑2109.2001.00617.x

21. Thanuthong T., Francis D. S., Senadheera S. P.S.D., Jones P. L., Turchini G. M. 2011. LC-PUFA Biosynthesis in Rainbow Trout is Substrate Limited: Use of the Whole Body Fatty Acid Balance Method and Different 18:3n‑3/18:2n‑6 Ratios // Lipids. V. 46. P. 1111-1127. DOI: 10.1007/s11745‑011‑3607‑4

22. Tocher D. R., Betancor M. B., Sprague M., Olsen R. E., Napier J. A. 2019. Omega‑3 Long-­ Chain Polyunsaturated Fatty Acids, EPA and DHA: Bridging the Gap between Supply and Demand // Nutrients. V. 11 (1): 89. DOI: 10.3390/nu11010089

23. Torres M., Navarro J. C., Varó I., Monroig Ó., Hontoria F. 2020. Nutritional regulation of genes responsible for long-chain (C20-24) and very long-chain (>C24) polyunsaturated fatty acid biosynthesis in post-larvae of gilthead seabream (Sparus aurata) and Senegalese sole (Solea senegalensis) // Aquaculture. V. 525. P. 735314. DOI: 10.1016/j.aquaculture.2020.735314

24. Turchini G. M., Francis D. S. 2009. Fatty acid metabolism (desaturation, elongation and β-oxidation) in rainbow trout fed fish oilor linseed oil-based diets // British Journal of Nutrition. V. 102 (1). P. 69-81. DOI: 10.1017/S0007114508137874

25. Turchini G. M., Francis D. S., Keast R. S.J., Sinclair A. J. 2011. Transforming salmonid aquaculture from a consumer to a producer of long chain omega‑3 fatty acids // Food Chem. V. 124. P. 609-614. DOI: 10.1016/j.foodchem.2010.06.083

26. Turchini G. M., Francis D. S., Du Z. Y., Olsen R. E., Ringø E., Tocher D. R. 2022. The Lipids // Fish Nutrition. Chapt. 5. Academic Press, P. 303-467. DOI: 10.1016/B978‑0‑12‑819587‑1.00003‑3

27. Xie D., Chen C., Dong Y., You C., Wang S., Monroig O., Tocher D. R., Li Y. 2021. Regulation of long-chain polyunsaturated fatty acid biosynthesis in teleost fish // Progress in Lipid Research. V. 82. P. 101095. DOI: 10.1016/j.plipres.2021.101095

28. Yu H.-R., Li L.-Y., Xu C.-M., Li M., Li F.-H., Guo M.-J., Qiu X.-Y., Shan L.L. 2022. Effect of dietary eicosapentaenoic acid (20:5n‑3) on growth performance, fatty acid profile and lipid metabolism in coho salmon (Oncorhynchus kisutch) alevins // Aquaculture Reports. V. 23: 101084. DOI: 10.1016/j.aqrep.2022.101084