Влияние растворов хлорида натрия на рост и выживаемость молоди австралийского красноклешнёвого рака

Цель работы: изучить влияние воды с различным содержанием хлорида натрия на основные биологические показатели молоди австралийского красноклешнёвого рака Cherax quadricarinatus.

Используемые методы: при выполнении экспериментальной работы в течение 30 суток определяли основные биологические характеристики молоди C. quadricarinatus исходной массой 0,64±0,27 г и длиной 31±5 мм при её подращивании в воде с содержанием хлорида натрия 0, 5, 10 и 15 г/л и контролировали выживаемость, рост, физиологическое состояние особей.

Новизна: элементами новизны представленного исследования является выявление негативного влияния воды с концентрацией хлорида натрия 5–15 г/л на выживаемость, размерно-массовые и физиологические характеристики молоди.

Результат: выживаемость исследуемой молоди на 30‑е сутки эксперимента в пресной воде составила 65%. В воде с содержанием хлорида натрия 5 г/л показатель был значительно ниже — 23,3%. В вариантах эксперимента с более высокими концентрациями соли (10, 15 г/л NaCl) к 20‑м суткам все особи погибли. Средняя масса особей (1,70±0,80 г) в контрольной группе увеличилась в среднем на 166% от исходной (0,64±0,27 г). Более низкие значения массы получены при содержании соли 5 г/л — 1,00±0,49 г. Данный результат по окончании исследований был достоверно (p<0,05) ниже на 41%, чем в контрольной группе. Средняя длина особей (43±8 мм) в контрольной группе увеличилась на 39% (исходная длина — 31±5 мм). Концентрация гемоцианина у молоди, содержавшейся в воде с солёностью 5 г/л ниже (недостоверно), чем у контрольной группы на 16%. Выявлены внешние признаки развития ржаво-пятнистого заболевания. Практическая значимость: полученные результаты могут быть использованы при культивировании C. quadricarinatus. Описана предельно допустимая концентрация хлорида натрия. Считается допустимым содержание молоди рака в воде с концентрацией хлорида натрия не более 5 г/л в течение 10 суток. Ключевые слова: ракообразные, Cherax quadricarinatus, молодь, гемолимфа, гемоцианин, хлорид натрия, меланизация, микозы.>˂ 0,05) ниже на 41%, чем в контрольной группе. Средняя длина особей (43±8 мм) в контрольной группе увеличилась на 39% (исходная длина — 31±5 мм). Концентрация гемоцианина у молоди, содержавшейся в воде с солёностью 5 г/л ниже (недостоверно), чем у контрольной группы на 16%. Выявлены внешние признаки развития ржаво-пятнистого заболевания.

Практическая значимость: полученные результаты могут быть использованы при культивировании C. quadricarinatus. Описана предельно допустимая концентрация хлорида натрия. Считается допустимым содержание молоди рака в воде с концентрацией хлорида натрия не более 5 г/л в течение 10 суток.

1. Александрова Е.Н. 2020. К вопросу о профилактике и борьбе с микозами речных раков // Новейшие генетические технологии для аквакультуры. Мат. Всерос. науч.-практ. конф. с межд. участием. М.: «Перо». С. 11-18.

2. Александрова Е.Н., Тарасов К.Л. 2015. Материалы к идентификации возбудителей микозов речных раков // Вестник российской сельскохозяйственной науки. № 3. С. 49-52.

3. Борисов Р.Р., Ковачева Н.П., Артемов Р.В., Никонова И.Н., Арнаутов М.В., Артемов А.В., Гершунская В.В. 2022. Оценка эффекта применения комбикормов с различным уровнем белка для молоди австралийского красноклешневого рака в условиях УЗВ // Труды ВНИРО. Т. 187. C. 128- 137. DOI: 10.36038/2307-3497-2022-187-128-137

4. Борисов Р.Р., Ковачева Н.П., Чертопруд Е.С. 2011. Биология, воспроизводство и культивирование речных раков. М.: ВНИРО. 96 с.

5. Борисов Р.Р., Ковачева Н.П., Акимова М.Ю., Паршин-Чудин А.В. 2013. Биология и культивирование Австралийского красноклешневого рака. М.: ВНИРО. 48 с.

6. Васильева Л.М., Горкина О.В., Лозовская М.В., Щербатова Т.Г. 2012. Лечебно-профилактические мероприятия при выращивании осетровых в садках // Естественные науки. № 2 (39). С. 154-159.

7. Гарлов П. Е., Аршаница Н.М., Шинкаревич Е.Д. Стекольников А.А., Гребцов М.Р., Бугримов Б.С. 2020. Эффекты содержания производителей и молоди рыб в растворах поваренной соли различной концентрации // Международный вестник ветеринарии. № 1. С. 69-80. DOI: 10.17238/issn2072-2419.2020.1.69.

8. Гарлов П.Е., Шинкаревич Е.Д. 2019. Разработка нового метода эффективного выращивания рыб в искусственной биостимулирующей среде // Инновационные решения для повышения эффективности аквакультуры: Материалы Всероссийской научно-практической конференции. Т. 1. М.: «Перо». С. 116-123.

9. Гук Е.С., Барулин Н.В. 2019. Влияние соли NaCl на темп роста, выживаемость и биохимический статус радужной форели при доинкубации в производственных условиях // Животноводство и ветеринарная медицина. № 2. С. 35-40.

10. Данилов-Данильян В. И. 2009. Водные ресурсы мира и перспективы водохозяйственного комплекса России. М.: ООО «Типография ЛЕВКО». 88 с

11. Ежегодник ИМИ — 2013. 2013. / Отв. ред. А.А. Орлов. М: МГИМО-Университет. Вып. 1(3). 244 с.

12. Ефремова Е. В., Эльтеков Д. Ю., Маврин А. С., Мартемьянов В.И. 2020. Влияние добавок пищевой соли в речную воду на темп роста молоди муксуна Coregonus muksun (Salmoniformes, Coregonidae) в условиях рыбзавода // Современное состояние и развитие аквакультуры: экологическое и ихтиопатологическое состояние водоёмов и объектов разведения, технологии выращивания. Мат. межд. конф., Новосибирск, 11-13 ноября 2020 года. Новосибирск: ИЦ НГАУ «Золотой колос». С. 78-82.

13. Жигин А.В., Арыстангалиева В.А., Ковачева Н.П. 2017 а. Влияние температуры воды на рост и выживаемость австралийских красноклешневых раков // Природные ресурсы, их современное состояние, охрана, промысловое и технологическое использование. Мат. и докл. VIII Всерос. науч.-практ. конф., посвящённой 75 летию рыбохозяйственного образования на Камчатке. ПетропавловскКамчатский: Камчатский ГТУ. С. 86-89.

14. Жигин А.В., Борисов Р.Р., Ковачева Н.П., Загорская Д.С., Арыстангалиева В.А. 2017 б. Выращивание австралийского красноклешневого рака в циркулярной установке // Рыбное хозяйство. № 1. С. 61-65.

15. Лагуткина Л.Ю., Мартьянов А.С., Степанов К. Г., Шейхгасанов Р.В. 2016. Оптимизация технологии кормления австралийских раков с помощью рецептур экспериментальных кормов // Вестник АГТУ. Серия: Рыбное хозяйство. № 1. С. 77-87.

16. Лагуткина Л. Ю., Пономарев С. В. 2010. К морфометрическим показателям австралийских раков (Cherax quadricarinatus) // Вестник АГТУ. Серия: Рыбное хозяйство. № 2. С. 14-16.

17. Лагуткина Л.Ю., Пономарев С.В. 2008. Новый объект тепловодной аквакультуры- австралийский красноклешневый рак (Cherax quadricarinatus) // Вестник АГТУ. № 6 (47). С. 220-223.

18. Тарасов К.Л., Александрова Е.Н. 2015. Мицелиальные грибы — возбудители микозов речных раков и их современная таксономия // Микология и фитопатология. Т. 49. № 6. С. 366-373.

19. Пятикопова О.В., Анкешева Б.М., Тангатарова Р.Р., Бедрицкая И.Н. 2022. Гидрохимические условия выращивания австралийского красноклешневого рака (Cherax quadricarinatus) в Астраханской области // Водные биоресурсы и среда обитания. Т. 5, № 3. С. 32-47. DOI: 10.47921/2619-1024_2022_5_3_32.

20. Хорошко А.В., Крючков В.Н. 2010. Новые направления прудовой аквакультуры в южных регионах России // Теоретические и прикладные проблемы АПК. № 2. С. 51-54.

21. Черных Г.С., Старостин А.С. 2014. Анализ современного состояния и тенденций пресноводных ресурсов России и меры по предупреждению чрезвычайных ситуаций, связанных с их загрязнением и дефицитом // Стратегия гражданской защиты проблемы исследования. Т. 4. №. 1. С. 75-84.

22. Шумейко Д.В., Арыстангалиева В.А., Еврумова А.А. 2022. Подращивание молоди рака Cherax quadricarinatus (von Martens, 1868) с применением кормов для осетровых видов рыб // Сельскохозяйственная биология. Т. 57. № 4. С. 803-816. DOI: 10.15389/agrobiology.2022.4.803rus.

23. Шумейко Д.В., Ротарь Д.Ю. 2018. Влияние воды с пониженным содержанием дейтерия на показатели эффективности подращивания молоди австралийского красноклешневого рака (Cherax quadricarinatus)» // II Всерос. науч.-практ. конфе. «Актуальные аспекты развития сельского (аграрного) туризма в России», 17-19 мая 2018 г. Краснодар. Краснодар: КубГУ. С. 152-157.

24. Щербина М.А., Гамыгин Е.А. 2006. Кормление рыб в пресноводной аквакультуре. М.: Изд-во ВНИРО. 360 с.

25. Adachi K., Hirata T., Nishioka T., Sakaguchi M. 2003. Hemocyte components in crustaceans convert hemocyanin into a phenoloxidase-like enzyme // Comparative Biochemistry and Physiology Part B: Biochemistry and Molecular Biology. V. 134. I. 1. P. 135-141. DOI: 10.1016/s1096-4959(02)00220-8

26. Alexandrova E.N., Tarasov K.L. 2020. Biology of causative agents of crayfish mycoses in connection with environmental protection in crayfish producing reservoirs // IOP Conference Series: Earth and Environmental Science. V. 421: 082027. DOI: 10.1088/1755-1315/421/8/082027.

27. Amrullah A., Wahidah W. 2019. Immune response and growth performance of crayfish Cherax quadricarinatus fed with synbiotic supplemented diet // J. Akuakultur Indonesia. V. 18. № . 1. P. 33-45. DOI: 10.19027/jai.18.1.33-45

28. Anson K.J., Rouse D.B. 1994. Effects of salinity on hatching and post-hatch survival of the Australian red claw crayfish Cherar quadricarinatus // J. of the World Aquaculture Society. V. 25. № . 2. P. 277-280. DOI: 10.1111/j.1749-7345.1994.tb00191.x

29. Cerenius L., Söderhäll K. 2021. Immune properties of invertebrate phenoloxidases // Developmental & Comparative Immunology. V. 122: 104098. DOI: 10.1016/j.dci.2021.104098

30. Coates C.J., Costa-Paiva E.M. 2020. Multifunctional Roles of Hemocyanins // Subcellular Biochemistry. V. 94. P. 233- 250. DOI: 10.1007/978-3-030-41769-7_9

31. Cortes-Jacinto E., Colmenares H., Civera-Cerecedo R., Cruz-Suarez L. 2004. Studies on the nutrition of the freshwater crayfish Cherax quadricarinatus (von Martens): effect of the dietary protein level on growth of juveniles and pre-adults // Freshwater Crayfish. V. 14. P. 70-80.

32. Cortés-Jacinto E., Villarreal-Colmenares H., Cruz-Suárez L.E., Civera-Cerecedo R., Nolasco-Soria H., Hernández-Llamas A. 2005. Effect of different dietary protein and lipid levels on growth and survival of juvenile Australian redclaw crayfish, Cherax quadricarinatus (von Martens) // Aquaculture Nutrition. V. 11. P. 283-291. DOI: 10.1111/j.1365-2095.2005.00353.x

33. Davies C.E., Malkin S.H., Thomas J.E., Batista F.M., Rowley A.F., Coates C.J. 2020. Mycosis is a disease state encountered rarely in shore crabs, Carcinus maenas // Pathogens V. 9: 462. DOI: 10.3390/pathogens9060462

34. Diéguez-Uribeondo J., Cerenius L., Söderhäll K. 1994. Saprolegnia parasitica and its virulence on three different species of freshwater crayfish // Aquaculture. V. 120. I. 3-4. P. 219- 228. DOI: 10.1016/0044-8486(94)90080-9.

35. García-Guerrero M., Hernández-Sandoval P., Orduña-Rojas J., Cortés-Jacinto E. 2013. Effect of temperature on weight increase, survival, and thermal preference of juvenile redclaw crayfish Cherax quadricarinatus // Hidrobiológica. V. 23. № . 1. P. 73-81.

36. Lee S.Y., Lee B.L., Söderhäll K. 2004. Processing of crayfish hemocyanin subunits into phenoloxidase // Biochemical and Biophysical Research Communications. V. 322. I. 2. P. 490-496. DOI: 10.1016/j.bbrc.2004.07.145

37. Martín-Torrijos L., Campos Llach M., Pou-Rovira Q., DiéguezUribeondo J. 2017. Resistance to the crayfish plague, Aphanomyces astaci (Oomycota) in the endangered freshwater crayfish species, Austropotamobius pallipes // PLoS One. V. 12(7): e0181226. DOI: 10.1371/journal.pone.0181226.

38. Meade M., Doeller J.E., Kraus DavidW, Watts S. 2007. Effects of Temperature and Salinity on Weight Gain, Oxygen Consumption Rate, and Growth Efficiency in Juvenile RedClaw Crayfish Cherax quadricarinatus // Journal of the World Aquaculture Society. V. 33. № . 2. P. 188-198. DOI: 10.1111/j.1749-7345.2002.tb00494.x.

39. Meade M.E., Doeller J.E., Kraus D.W., Watts S.A. 2002. Effects of temperature and salinity on weight gain, oxygen consumption rate, and growth efficiency in juvenile red-claw crayfish Cherax quadricarinatus // J. of World Aquaculture Society. V. 33. P. 188-198. DOI: 10.1111/j.1749-7345.2002.tb00494.x

40. Nickerson K.W., Van Holde K.E. 1971. A comparison of molluscan and arthropod hemocyanin. I. Circular dichroism and absorption spectra // Comparative Biochemistry and Physiology Part B: Comparative Biochemistry. V. 39В. I. 4. P. 855-872. DOI: 10.1016/0305-0491(71)90109-X

41. Perry W.L., Jones H.M. 2018. Effects of elevated water velocity on the invasive rusty crayfish (Orconectes rusticus Girard, 1852) in a laboratory mesocosm // Journal of Crustacean Biology. V. 38, I. 1. P. 13-22 DOI: 10.1093/jcbiol/rux092

42. Prymaczok N. C., Chaulet A., Medesani D. A. 2012. Enrique Marcelo Rodríguez. Survival, growth, and physiological responses of advanced juvenile freshwater crayfish (Cherax quadricarinatus), reared at low temperature and high salinities // Aquaculture. V. 334-337. P. 176-181. DOI: 10.1016/j.aquaculture.2011.12.032

43. Prymaczok N.C., Medesani D.A., Rodríguez E.M. 2008. Levels of ions and organic metabolites in the adult freshwater crayfish, Cherax quadricarinatus, exposed to different salinities // Mar. Freshwat. Behav. Physiol. V. 41(2). P. 121- 130. DOI: 10.1080/10236240802193893

44. Shubin L.I. U., Chang X.U., Yongyi J.I. A., Zhimin G.U., Erchao L.I. 2022. Analysis of genes and metabolic pathways in response to long-term salinity stress in red crayfish (Cherax quadricarinatus) // J. of Fisheries of China. V. 46. № . 6. P. 917-930. DOI: 10.11964/jfc.20200912412

45. Shubin L., Changle Q., Yongyi J., Zhimin G., Erchao L. 2020. Growth and intestinal health of the red claw crayfish, Cherax quadricarinatus, reared under different salinities // Aquaculture. V. 524: 735256. DOI: 10.1016/j.aquaculture.2020.735256

46. Shumeyko D., Tsimbal N., Abramchuk A., Moskul G., Taranik A. 2020. Biotechnology of Australian red-claw crayfish (Cherax quadricarinatus) juvenile ongrowing in recirculating aquaculture system // E3S Web of Conferences 175 (1- 2):02005. DOI: 10.1051/e3sconf/202017502005.

47. Söderhäll K., Cerenius L. 1992. Crustacean immunity // Annual Review of Fish Diseases. V. 2. P. 3-23. DOI: 10.1016/0959-8030(92)90053 z

48. Söderhäll K., Cerenius L. 1999. The crayfish plague fungus: history and reñent advances // Papers from the 12th Symposium of International association of astacology Augsburg. P. 11-35.

49. Söderhäll K., Häll L., Unestam T., Nyhlén L. 1979. Attachment of phenoloxidase to fungal cell walls in arthropod immunity // J. of Invertebrate Pathology. V. 34(3). P. 285-94. DOI:10.1016/0022-2011(79)90075-2.

50. Wu M., Chen N., Huang C.X., He H.Y., Wang H-L. 2017. Effect of low temperature on globin expression, respiratory metabolic enzyme activities, and gill structure of Litopenaeus vannamei // Biochemistry (Moscow). V. 82. № . 7. P. 844-851. DOI: 10.1134/S0006297917070100