Сравнительный анализ летального и прижизненного (кровь и слизь) отбора проб для выделения и идентификации вируса инфекционного некроза гемопоэтической ткани (IHNV) у радужной форели

   Цель работы: анализ эффективности классического летального и прижизненного методов отбора проб для диагностики инфекционного некроза гемопоэтической ткани у радужной форели.

   Использованные методы: вирусовыделение на перевиваемой линии клеток EPC и ОТ-ПЦР. Статистический анализ выполняли в программе OpenEpi.

   Новизна: впервые на выборке радужной форели проведена комплексная сравнительная оценка прижизненных и летального методов отбора проб с использованием двух диагностических подходов – вирусовыделения на клеточной культуре EPC и прямого ОТ-ПЦР.

   Результаты: показано, что кровь является наиболее информативным образцом для нелетального отбора проб и сопоставима с классическими образцами для летального метода отбора проб. При тестировании на клеточных культурах чувствительность крови составила 90,9 %, слизи – 77,3 %. При прямом обнаружении РНК методом ОТ-ПЦР чувствительность крови составила 88,5 %, слизи – 82,8 %, однако специфичность слизи была низкой (25 %), что указывает на необходимость дальнейшей оптимизации протоколов фиксации и хранения образцов.

   Практическая значимость: обоснована возможность использования сыворотки крови в качестве альтернативного прижизненного образца для выделения IHNV. Метод позволяет снизить экономические затраты и избежать летального отбора проб при обследовании ценных производителей.

1. Дудников С. А. 2004. Количественная эпизоотология: основы прикладной эпидемиологии и биостатистики. Владимир: Демиург. 460 с.

2. Мусселиус В. А. 1983 Лабораторный практикум по болезням рыб. М.: Легкая и пищевая промышленность. 296 с.

3. Сборник инструкций по борьбе с болезнями рыб. 1998. Ч. 1, М.: Отдел маркетинга АМБагро. 310 c.

4. Aame lfot M., McBeath A., Christiansen D. H., Matejusova I., Falk K. 2015. Infectious salmon anaemia virus (ISAV) mucosal infection in Atlantic Salmon // Veterinary Research 46:1 11.

5. Aquatic Animal Health Code. 2024. World Organisation for Animal Health. OIE. 356 p.

6. Bowers R. M., Licon K. S., LaPatra S.E., Dhar A. K. 2008. Detection and quantification of infectious hematopoietic necrosis virus in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) by SYBR Green real-time reverse transcriptase- polymerase chain reaction // Journal of Virological Methods 147(1): 157-166. DOI: 10.1016/j.jviromet.2007.08.026.

7. Burbank D. R., Fehringer T. R., Chiaramonte L. V. 2017. Comparison of Selected Nonlethal Samples from Adult Steelhead for Detection of Infectious Hematopoietic Necrosis Virus Using Cell Culture // Journal of Aquatic Animal Health. 29:67-73.

8. Charoenwai O., Senapin S., Dong H. T., Sonthi M. 2020. Detection of scale drop disease virus from non-destructive samples and ectoparasites of Asian sea bass, Lates calcarifer // J. Fish Dis. 00:1-7.

9. Cornwell E. R., Bellmund C. A., Groocock G. H., Wong P. T., Hambury K. L., Getchell R. G., Bowse P. R. 2013. Fin and gill biopsies are effective nonlethal samples for detection of viral hemorrhagic septicemia virus genotype IVb // Journal of Veterinary Diagnostic Investigation 25: 203-209.

10. Coutinho C. D., Ford C. E., Trafford J. D., Duarte A., Rebelo R., Rosa G. M. 2023. Non-Lethal Detection of Ranavirus in Fish // Viruses, 15, 471. DOI: 10.3390/v15020471

11. Dhar A. K., Bowers R. M., Licon K. S., LaPatra S.E. 2008. Detection and quantifi cation of infectious hematopoietic necrosis virus in Rainbow Trout (Oncorhynchus mykiss) by SYBR Green real-time reverse transcriptasepolymerase chain reaction // Journal of Virological Methods 147: 157-166.

12. Emmenegger E. J., Meyers T. R., Burton T. O., Kurath G. 2000. Genetic diversity and epidemiology of infectious hematopoietic necrosis virus in Alaska // Dis. Aquat. Org. V. 40. P. 163-176. DOI: 10.3354/dao040163.

13. Garver K. A., Troyer R. M., Kurath G. 2003. Two distinct phylogenetic clades of infectious hematopoietic necrosis virus overlap within the Columbia River basin // Dis. Aquat. Org. V. 55. P. 187-203. DOI: 10.3354/dao055187.

14. Giray C., Opitz H. M., MacLean S., Bouchard D. 2005. Comparison of lethal versus non-lethal sample sources for the detection of infectious salmon anemia virus (ISAV) // J. Dis. Aquat. Org. 66: 181-185. DOI: 10.3354/dao066181.

15. Landis, J.R., Koch, G.G. 1977. The Measurement of Observer Agreement for Categorical Data // Biometrics. 33: 159-174. DOI: 10.2307/2529310.

16. LaPatra S.E., Rohovec J. S., Fryer J. L. 1989. Detection of infectious hematopoietic necrosis virus in fish mucus // J. Fish Pathology 24 (4). P. 197-202.

17. López- Vázque C., Dopazo C. P., Olveira J. G., Barja J.L, Bandín I. 2006. Development of a rapid, sensitive and non-lethal diagnostic assay for the detection of viral haemorrhagic septicaemia virus // Journal of Virological Methods. 133: 167-174.

18. Meyers T. R. 2009. Fish pathology Section Laboratory Manual // Alaska Dep. Fishand Game. Spec. Publ. №. 12. P. 1-19.

19. Mulcahy D., Burke J., Pascho R., Jenes C. K. 1982. Pathogenesis of infectious hematopoietic necrosis virus in adult Sockeye Salmon (Oncorhynchus nerka) // Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 39: 1144-1149.

20. Manual of Diagnostic Tests for Aquatic Animals. 2015. Chapter 2.3.4. Infectious haematopoietic necrosis. World Organization for Animal Health. OIE. P. 589.

21. Rudakova S. L., Kurath G., Bochkova E. V. 2007. Occurrence and genetic typing of infectious hematopoietic necrosis virus in Kamchatka, Russia // Diseases of Aquatic Organisms 75(1): 1-11. DOI: 10.3354/dao075001.

22. Thrusfield M. 1995. Veterinary Epidemiology. Blackwell. 479 p.

23. Troyer R. M., Kurath G. 2003. Molecular epidemiology of infectious hematopoietic necrosis virus reveals complex virus traffic and evolution within southern Idaho aquaculture // J. Dis. Aquat. Org. V. 55. P. 175-185.

24. Wolf K. 1988. Fish viruses and fish viral diseases // Cornell University Press. Ithaca, London. 478 p.

25. Yamamoto T., Clermont T. J. 1990. Multiplication of Infectious Hematopoietic Necrosis Virus in Rainbow Trout following Immersion Infection: Organ Assay and Electron Microscopy // Journal of Aquatic Animal Health. V. 2. No. 4. P. 261-270. DOI: 10.1577/1548-8667(1990)002<0261: MOIHNV>2.3.CO;2.