Апробация метода видовой идентификации тихоокеанских лососей р. Oncorhynchus по микросателлитным маркерам на рыбной продукции промышленного производства

Цель работы: провести апробацию предложенной коллективом авторов под руководством Л. А. Животовского методики видовой идентификации тихоокеанских лососей рода Oncorhynchus по микросателлитным маркерам на рыбной продукции промышленного производства.

Материалы и методы: материалом для проведения исследования послужили образцы готовой продукции из тихоокеанских лососей, реализуемой в торговых точках острова Сахалин. Для контроля результатов микросателлитного анализа, видовую принадлежность исследуемых образцов проверяли с помощью ДНК-штрихкодирования.

Новизна: проведённые исследования показали применимость методики для определения видового происхождения различной продукции из тихоокеанских лососей: солёной, копчёной, вяленой, подвергшейся глубокой переработке (консервы), а также икры. Помимо этого, методика даёт возможность выяснить видовой состав неструктурированной смеси (фарша и полуфабрикатов из него).

Результаты: успешно проведено видовое определение всех привлечённых к исследованию вариантов продукции из тихоокеанских лососей, включая продукцию глубокой переработки и смешанный фарш из нескольких видов рыб. Исключение составила продукция из радужной форели. Для наиболее ценных видов тихоокеанских лососей –  нерки, симы, кижуча и чавычи –  выявлен ряд случаев несоответствия принадлежности рыбной продукции заявленному продавцами виду. Интересно, что вся исследованная продукция из чавычи оказалась радужной форелью, и выявленная у неё триплоидность указывает на аквакультурное происхождение этих рыб.

Практическая значимость: в отличие от широко используемого ДНК-штрихкодирования, микросателлитный анализ применим для исследования практически всех возможных типов продукции из тихоокеанских лососей рода Oncorhynchus поскольку позволяет проводить детекцию образцов, содержащих сильно фрагментированную ДНК, а также смесь ДНК разных видов, что делает данный подход перспективным для применения в генетических лабораториях, осуществляющих анализ рыбной продукции.

1. Животовский Л. А., Шайхаев Е. Г., Шитова М. В. 2013. Идентификация биологических образцов лососевых рыб по микросателлитным маркерам с использованием идентичного набора ПЦР-праймеров // Биология моря. Т. 39. № 6. С. 459-466. ISSN: 0134-3475

2. Кузнецов А. В., Царин С. А., Самотой Ю. В., Кирпиченко С. А., Метелева Д. В., Пасеин С. Н. 2025. Генетическая экспертиза лососевых рыб из консервов // Новые технологии в медицине, биологии, фармакологии и экологии. Мат. Межд. конф. М.: ИИТ. С. 227-233. DOI 10.47501/978-5-6044060-5-2.227-233

3. Рубцова Г. А., Пономарева Е. В., Афанасьев К. И., Шайхаев Е. Г., Холодова М. В., Павлов С. Д., Животовский Л. А. 2016. Выявление аллельных вариантов микросателлитных маркеров методами капиллярного и традиционного электрофореза // Генетика. Т. 52. № 4. С. 482-487. DOI 10.7868/ S0016675816040081

4. Сошнина В.А., Зеленина Д.А. 2023. Популяционно-генетическое разнообразие кижуча (Oncorhynchus kisutch Walbaum) на азиатской части ареала по результатам анализа микросателлитных локусов // Исследования водных биологических ресурсов Камчатки и северо-западной части Тихого океана. № 71. С. 23–33. DOI 10.15853/2072-8212.2023.71.23-33

5. Тыщенко В. И., Терлецкий В. П. 2021. Oncorhynchus mykiss в аквакультуре: биотехнологические и генетические основы разведения и селекции // Международный научно-исследовательский журнал. № 7-1 (109). С. 141-144. DOI 10.23670/IRJ.2021.109.7.024

6. Фомина Т. А., Кулешова М. Г., Минаев М. Ю., Коноров Е. А. 2022. Идентификация видов рыбы с помощью технологии секвенирования нового поколения (NGS) // Пищевые системы. Т. 5. № 2. С. 80-93. DOI 10.21323/2618-9771-2022-5-2-80-93

7. Шайдуллин Р. Р., Тюлькин С. В., Гилемханов И. Ю., Садриев А. Р. 2025. Видовая идентификация мясной продукции методом ПЦР // Ученые записки Казанской академии ветеринарной медицины им. Н. Э. Баумана. Т. 261. № 1. С. 261-267. DOI 10.31588/2413_4201_1883_1_261_261

8. Ahles S., Mireles DeWitt C.A., Hellberg R. S. 2025. A meta-analysis of seafood species mislabeling in the United States // Food Control. V. 171. DOI 10.1016/j.foodcont.2024.111110

9. Garcia J. L., Gaspar Y. A., Djekoundade A., Dalere M., Al-awadi A.A., Allossogbe M. et al. 2024. Fishy business in Seattle: Salmon mislabeling fraud in sushi restaurants vs grocery stores // PLoS ONE. V. 19. N 11. DOI 10.1371/journal.pone.0311522

10. Hebert P. D.N., Cywinska A., Ball S. L. 2003. Biological identifications through DNA barcodes // Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences. V. 270. N 1512. P. 313-321. DOI 10.1098/rspb.2002.2218.

11. Ivanova N. V., de Waard J., Hebert P. D.N. 2006. An inexpensive, automation-f riendly protocol for recovering high-quality DNA // Molecular Ecology Notes. V. 6. P. 998-1002. DOI 10.1111/j.1471-8286.2006.01428.x

12. Ivanova N. V., Zemlak T. S., Hanner R. H., Hebert P. D.N. 2007. Universal primer cocktails for fish DNA barcoding // Molecular Ecology Notes. V. 7. N 4. Р. 544-548. DOI 10.1111/j.1471-8286.2007.01748.x

13. Kroetz K., Luque G. M., Gephart J. A., Donlan C. J. 2020. Consequences of seafood mislabeling for marine populations and fisheries management // Proceedings of the National Academy of Sciences. V. 117. N 48. P. 30318-30323. DOI 10.1073/pnas.2003741117

14. Mariani S., Griffiths A. M., Velasco A., Kappel K. 2015. Low mislabeling rates indicate marked improvements in European seafood market operations // Frontiers in Ecology and Environment. V. 13. N 10. P. 536-540. DOI 10.1890/150119

15. Messing J. 1983. New M13 vectors for cloning // Methods in Enzymology. N. 101. P. 20-78. DOI 10.1016/0076-6879(83)01005-8

16. Nelson R. J., Beacham T. D. 1999. Isolation and cross species amplification of microsatellite loci useful for study of Pacific salmon // Animal Genetics. V. 30. P. 228-229. DOI 10.1046/j.1365-2052.1999.00404-4.x

17. Olsen J. B., Wilson S. L., Kretschmer E. J., Jones K. C., Seeb J. E. 2000. Characterization of 14 tetranucleotide microsatellite loci derived from sockeye salmon // Molecular Ecology. V. 9. P. 2185-2187. DOI 10.1046/j.1365-294x.2000.105317.x

18. O’Reilly P.T., Hamilton L. C., McConnell S.K., Wright J. M. 1996. Rapid analysis of genetic variation in Atlantic Salmon (Salmo salar) by PCR multiplexing of dinucleotide and tetranucleotide microsatellites // Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. V. 53. N. 10. P. 2292-2298. DOI10.1139/f96-192

19. Prida V., Sepúlveda M., Quezada-Romegialli C., Harrod C., Gomez-Uchida D., Cid B., Canales-Aguirre C.B. 2020. Chilean salmon sushi: genetics reveals product mislabeling and a lack of reliable information at the point of sale // Foods. V. 9. N 11. DOI 10.3390/foods9111699

20. Pritchard J. K., Stefens M., Donnelly P. 2000. Inference of population structure using multilocus genotype data // Genetics. V. 155. P. 945-959. DOI: 10.1093/genetics/155.2.945

21. Rasmussen R. S., Morrissey M. T., Hebert P. D.N. 2009. DNA barcoding of commercially important salmon and trout species (Oncorhynchus and Salmo) from North America // Journal of Agricultural and Food Chemistry. N. 57. Р. 8379-8385. DOI 10.1021/jf901618z

22. Rexroad III C.E., Coleman R. L., Gustafson A. L., Hershberger W. K., Killefer J. 2002. Development of rainbow trout microsatellite markers from repeat enriched libraries // Marine Biotechnology. V. 4. N. 1. P. 12-16. DOI 10.1007/s10126-001-0058-6

23. Smith C. T., Koop B. F., Nelson R. J. 1998. Isolation and characterization of coho salmon (Oncorhynchus kisutch) microsatellites and their use in other salmonids // Molecular Ecology. V. 7. P. 1613-1621. DOI 10.1139/cjfas-53-4-833

24. Ward R. D., Zemlak T. S., Innes B. H., Last P. R., Hebert P. D.N. 2005. DNA barcoding Australia’s fish species // Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. N. 360. P. 1847-1857. DOI 10.1098/rstb.2005.1716

25. Williamson K. S., Cordes J. F., May B. 2002. Characterization of microsatellite loci in chinook salmon (Oncorhynchus tshawytscha) and cross-species amplification in other salmonids // Molecular Ecology Notes. V. 2. P. 17-19. DOI 10.1046/j.1471-8286.2002.00129.x

26. Zelenina D., Khrustaleva A., Volkov A., Habicht C., Smith C., Seeb J. 2005. A case study of two genetic markers for inter-laboratory collaboration: SNPs provide transportability without standardization. NPAFC Doc. No. 913. 14 p.